富血小板血浆在牙周组织再生中的作用研究进展
日期:2013-08-29
促使牙周组织再生是当前牙周病治疗的根本目标。常规的牙周手术可去除感染及病变组织,修整因牙周病变造成的软硬组织缺损,并有一定程度的牙槽骨修复作用,但这种牙槽骨的修复是非常有限的。目前研究热点是利用多种生长因子来促进、增强骨的爬行替代和新骨形成的能力,对骨缺损的修复及愈合起重要作用。
1 概述
生长因子具有多种调节功能,在组织修复过程中能调节细胞的增殖、趋化、分化和细胞外基质的生物合成,能明显促进牙周组织的再生和修复。20世纪90年代以来,国内外一些学者发现富血小板血浆(plate let-rich plasma, PRP)中含有高浓度的生长因子如:血小板衍生生长因子(platelet-derived groth factor, PDGF)、转化生长因子-b1, b2(transforming growth factor-b1, b2, TGF-B1, B2)、类胰岛素生长因子( insulin-like growth factor, IGF)、血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)、表皮生长因子(epidermal growth factor, EGF)、上皮细胞生长因子(epithelial cell growth factor,ECGF)等[1]。近年来一些学者发现PRP具有明确的促进成骨及软组织修复的作用和加速骨愈合的能力,它能明显缩短愈合时间,提高骨愈合质量,并且由于PRP完全来源于自体,无疾病传染及免疫排斥反应,制作简单,对组织损伤小,因此在临床上具有良好的应用前景[2-3]。
2 PRP的成分及作用机制
2. 1技术简介PRP技术是以患者自身静脉血为原料,
通过梯度密度离心的方法获得富含血小板的血浆。其血小板的浓度为全血4倍以上,再单独或联合其他生物材料注入硬组织缺损或软组织创伤处,从而修补缺损,诱导生长,加速局部创伤的愈合并提高愈合质量。这种作用的发挥有赖于PRP中浓缩血小板脱颗粒后产生的高浓度各类生长因子以及纤维蛋白原所形成的纤维网状支架。当PRP中血小板被激活后产生的高浓度生长因子中以PDGF,TGF-b最为重要。PRP中生长因子的浓度比例与全血中比例相似,且研究发现, PRP中所含的生长因子的量随着血小板数量的增加而增加,二者成线性关系[4]。
2. 2 血小板衍生生长因子(PDGF) PDGF有A、B两条链,构成AA、BB、AB3种异构体,它主要有巨噬细胞合成并存储在血小板a颗粒中,当外界刺激诱导血小板聚集和脱颗粒时即被释放入血。体外实验表明, PDGF特别是PDGF-BB对PDLF和GF有强趋化和增殖作用,但二者的反应性不同。Mumford等[5]发现在有PDGF-BB的条件下,PDLF的增殖快于GF,创伤修复能力相同;反之GF的修复能力明显快于PDLF。PDGF-BB促进人PDLF增殖的最佳浓度是10 ng/ml[6], PDGF可减弱细菌毒素对人PDGF和GF趋化和增殖的抑制作用,当PDGF-BB的局部浓度大于50 ng/ml时,可明显促进PDLF附着于感染过牙周炎的根面[7]。PDLF-BB还可吸附于牛骨胶原基质上,并缓慢释放,从而促进成骨细胞增殖[8]。由此提示PDGF可作为一种治疗方法用于牙周组织再生。PDGF与可吸收屏障膜合用能促进小猎犬Ⅲ根分叉病变处的骨再生和新附着的形成,它还能与其他生长因子协同作用,促进牙周组织再生。
2. 3 转化生长因子(TGF) TGF-b是骨形成蛋白超家族成员,可有血小板、巨噬细胞等多种细胞合成分泌。研究表明: (1)在体外,TGF-b可作用于多种细胞,促进其细胞外基质的生成,例如在牙周膜成纤维细胞的试验中,单独应用TGF-b或联合PDGF-BB一起应用时具有明显的刺激牙周膜成纤维细胞的增殖活性。(2)体内实验表明, TGF-b可促进鼠牙周损伤后修复时肉芽组织的形成, TGF-b、PDGF和二甲胺四环素合用能促进鼠的炎性牙周组织修复[9]。
2. 4 胰岛素样生长因子( IGF)研究表明:在骨基质中存在丰富的IGF,其对牙周膜细胞具有趋化作用,明显刺激牙周膜成纤维细胞的增殖及促进蛋白质的合成[10]。在牙周再生的实验中,报道最多的是IGF-1。体内研究发现,单独应用IGF-1对牙周组织损伤愈合无明显影响,但PDGF和IGF-1协同作用能促进骨再生和新附着的形成。有研究表明,用150 ng/ml的PDGF和IGF-1治疗临床牙周病患者,治疗组的骨再生占43. 2%,而对照组只有18. 5%。此外,通过介导作用, IGF还可以调节成骨细胞和破骨细胞的分化形成及其功能活性,在骨改建耦联中发挥重要作用。
3 PRP的制备方法
制备PRP的方法主要有两种:血浆分离置换法和二次离心法。目前市场上已有多种商业化的PRP制备系统。有研究表明8~10 ml全血制备的PRP足以用于牙周组织再生。不同离心次数、离心力和离心时间制作出的PRP中的各种生长因子的浓度和活性各不相同。Landesberg等以不同离心力和离心时间2次离心制作PRP时发现如离心力>250 g,会导致血小板破坏过多,如一次离心时间<5 min,得到的PRP中血小板浓度与全血差异无统计学意义。他建议一次离心后弃掉红细胞层,再次离心,两次离心均采用200 g的离心力离心10 min。Ting等[11]采用此法制作的PRP中血小板记数高于全血,为全血的6. 17倍,血小板回收率为86. 44%, PRP中CD62P的表达率6. 05%,他认为采用Landesberg法制作的PRP中血小板浓度高,活化率小,是较理想的制作方法。无论何种方法制作的PRP,在其应用之前都需要与激活剂按1: 1比例混合,激活剂为10%氯化钙溶液(一种枸橼酸盐抑制剂能够使血浆凝固)和100 U/ml牛凝血酶(一种激活剂能使纤维蛋白聚集成不可溶解的凝胶,诱导血小板脱颗粒并释放介质和细胞因子)混合制成。PRP与激活剂及少许空气混合、摇匀,经6~10 s后即制成PRP凝胶,再与移植物材料混合后充填于骨缺损区。
3 PRP与牙周组织再生
PRP内含大量生长因子,有研究结论支持目前临床应用PRP可能促进牙周织织再生的假设。PRP能促进人成骨样细胞的增殖速度达到稳定水平,并呈浓度依赖性。在狗的动物实验中,在钛牙种植体周围填入含或不含PRP的脱矿骨粉,经组织学分析显示这两种方法均可促使大量新骨形成,而且PRP的移植物与骨的接触程度显著增高。最先将PRP用于口腔临床的是Marx等学者。1998年,他们将PRP与多孔骨髓联合用于下颌骨肿瘤患者的下颌骨重建,结果显示在骨移植体内加入PRP能显著促进骨形成的速度和成熟度。目前,许多学者已开始对PRP进行深入研究,表明PRP可以促进骨细胞、成骨细胞样细胞的增殖。Camargo[3]研究PRP+骨替代物+GTR与单纯GTR比较,发现实验组牙周袋显著变浅,临床附着显著增加。这些研究均提示, PRP可能具有促进牙周缺损区牙周膜细胞的再聚集、增殖、分化等作用。我们通过提取PRP并检测其对狗牙周膜细胞的增殖影响,发现其确实可以刺激自身PDLFs的增殖,并具有浓度依赖性,浓度太高反而抑制其生长,这可能与其中所含的生长因子的量以及各种生长因子之间的协同和(或)抑制作用有关。2007年, Demir B[12]研究了PRP与bio-glass治疗人的骨内缺损,分为PRP+BG组和单纯BG组,结果是两组在治疗骨缺损上都是有效的,在PD减少,临床附着获得,及骨增生量上PRP+bio-glass较biog-lass组并无明显优势。提示尚需探讨PRP更为合适的使用方法。陈超,等[13]比较了GTR,GTR+BPMP,GTR+PRP+BPMP3种方法对磨牙Ⅱ根分叉病变的疗效。结果是它们均是治疗磨牙Ⅱ根分叉病变的有效方法,但PRP在促进牙周组织再生方面的作用可能更强。
PRP还可用于治疗牙龈退缩。Petrungarol等将PRP,皮下结缔组织移植物和胶原膜结合用于治疗牙龈退缩,取得了很好的临床效果。PRP还可用于上颌窦提升术和牙槽嵴重建术。亦有资料显示PRP具有良好促进种植体周围炎愈合的功效。从而使种植体重新获得良好的骨整合与健康的龈界面。
4 PRP应用前景及存在的问题
PRP的独特优点使其在口腔临床领域有很好的应用前景。(1)PRP完全是自体的,无疾病传染及免疫排斥反应;(2)PRP中含有多种高浓度的生长因子,各生长因子比例与体内正常比例相似; (3)PRP凝胶具有粘附性,有利于移植物的粘附、防止生长因子的流失; (4)PRP有促凝血的作用;(5)PRP制作简单且对患者的损伤小,只需从患者的静脉取血即可制作PRP,国外已有专门制作PRP的仪器,操作简便
并且所需时间短。需要指出的是,目前对于PRP的基础研究和临床试验还不够深入,还有许多问题摆在面前,如不同生长因子的理想的工作浓度如何; PRP中一些尚未发现的有用因子及其功效如何。因此,我们仍需要不断努力为PRP在牙周组织再生中的作用提供可靠的证据。
参考文献:
[1] AnituaE Plasma-rich in growth factors. Preliminary results ofuse in the preparation of future sites for implants [J]. Int J Oral Maxillofac Implants, 1999, 14(4): 529-535.
[2] Schmitz JP. Hollinger Jo. The biology ofplate-rich plasma [J]. J Oral Maxillofac Surg, 2001, 59(9): 1119-1121.
[3] Camargo PM, Lekovic V, WeinlaenderM, et al Plate let-rich plasma and bovine porous bone mineral combined with guided tissue regeneration in the treatment of introbony defects in humans.[J]. J PeriodontalRes, 2002, 37(4): 300-306.
[4] OkudaK, KawaseT, MomoseM, etalPlate let-rich plasma contains high levels of plate let-derived growth factor and transforming growth factor-beta and modulates the proliferation of periodontally related cells in vitro [J]. J. Periodonto,l 2003, 74 (6):849-857.
[5] Mumford JH, CarnesDL, Cochran DL, et a.l The effects of plate let-derived growth factor-BB on periodontal cells in an in vitro moundmodel[J]. J Periodonto,l 2001, 72(3): 331-340
[6] OjimaY, MizunoM, In vitro effect of plate let-derived growth factor-BB on collagen synthesis and proliferation of human periodontal ligament cells[J]. OralDiseases, 2003, 9(3): 144-151.
[7] GamalAY, Maihot JM. The effect of local delivery ofPDGF-BB on of human periodontal ligament fibroblasts to periodontitis-affected root surfaces- in vitro[ J]. J Clin Periodonto,l 2000, 27(5): 347-353
[8] StephanEB, KenjenR, Lynch SE, eta.l Platelet-derived growth factor en hancement of a mineral collagen bone substitute[ J]. J Periodonto,l 2000, 71(12): 1887-1892
[9] SooryM, VirdiH. Imprications ofminocycline platelet-derived growth factor and transforming growth factor-beta on inflammatory repair potential in the periodontium [ J]. J Periodonto,l 1999, 70(10): 1136-1143.
[10] Tozum TF, Demiralp B. Plate let-rich plasma: a promising innovation in dentistry [J]. JCanDentAssoc, 2003, 69(10): 664.
[11] TingY, Chang qingZ. Fabrication and principle ofplatelet-rich plasma in the repair ofbone and soft tissues [J]. Chinese Journal ClinicalRehabilitation, 2004, 8(35): 7939-7941.
[12] DemirB, SengunD, BerberogluA. Clinical evaluation ofplatelet-rich plasma and bioactive glass in the treatment of intro-bony defects[J]. JClin Periodonto,l 2007, 34: 709-715.
[13]陈超,阎福华.富血小板血浆复合引导组织再生术在磨牙Ⅱ根分叉病变治疗的应用[J].福建医科大学学报, 2006, 40(6):575-578.
本文来自:社区医学杂志